- 相關推薦
溫度控制在蛋白質結晶中的應用研究
0 前言
X 射線單晶衍射技術是目前最成功的蛋白質結構檢測方法。PDB 數(shù)據(jù)庫中已有超過6萬個蛋白質結構，而其中85%以上的結構是通過這個方法解析得到的。雖然如此，蛋白質結構解析的速度仍然遠低于新功能性蛋白質的研究需求速度。近幾年，世界范圍內有超過1800 個基因組測序工程，其中1500 個正在進行，335 個已經(jīng)完成測序工作[1]，已經(jīng)產(chǎn)生了超過320 萬非冗余蛋白質序列[2]。因此，必須加快蛋白質結構的解析速度以適應蛋白質序列測序工作的快速發(fā)展。
目前，生長大的衍射質量的蛋白質晶體仍舊是結構檢測的最大障礙[3-5]。成功獲得適合衍射的蛋白質晶體分為兩個步驟[6]：第一步是篩選結晶條件獲得晶體。當前，稀疏矩陣法[7]
是應用最廣泛的結晶篩選方法，該方法利用大量不同的結晶溶液進行蛋白質結晶來尋找合適的結晶條件。第二步是優(yōu)化結晶條件獲得衍射質量的晶體。
蛋白質結晶過程受多種因素影響，如沉淀劑類型、濃度、pH 值、溫度等。由于溶液的化學條件復雜，大多數(shù)研究著重在pH 值、鹽的類型、濃度和添加劑如聚合體或多羥基化合物等條件上。雖然溫度一直以來被認為很重要[8]，但是沒有受到足夠的重視。傳統(tǒng)的蛋白質結晶實驗是在恒溫條件下進行的，應用最廣泛的是277K 和293K[9]。事實上很多蛋白質只有在其適合的溫度條件下才能結出晶體[10]。
溫度對蛋白質結晶的影響，從本質上說是由于溫度的改變引起蛋白質的溶解度的改變，從而改變過飽和度，繼而影響蛋白質的形核和晶體生長過程[11]。Christopher 等人[12]任意選擇30 種蛋白質，發(fā)現(xiàn)其中86%的蛋白質其溶解度受到溫度的明顯影響。通常溫度變化1K，溶解度變化約10% [13]。另外，在高沉淀劑濃度下，溫度對蛋白質溶解度的影響顯著減小[14]。
控制溫度是重復結晶實驗的先決條件[15]。
溫度的研究主要集中在提高晶體質量[16]，提高結晶篩選成功率[17,18]，溶解性[19-21]，和形核速率測量上[22]。溫度誘導方法既可以提高蛋白質結晶篩選的成功率，同時也可以用來獲得高質量的蛋白質晶體。利用溫度控制蛋白質結晶的方法有很多，我們將對恒溫（篩選最佳結晶溫度）及變溫下的蛋白質結晶研究進行綜述。
1 恒溫應用于蛋白質結晶
不同蛋白質的最佳結晶溫度不同。同一種蛋白質不同溶液體系下，由于溶解度與溫度的關系不同[23]，最佳結晶溫度也不同。同一種蛋白質，溫度影響溶解度的趨勢可以通過改變沉淀劑的類型來逆轉。如Histamine and V8 protease (P6306)[23]在100mM Na Acetate, 100mMNH4SCN, 20%(w/v)PEG4000， pH 5 的溶液中，其溶解度隨溫度增加而增大；而在100mMMOPS, 100mM NH4Br, 80%(w/v)PEG400，pH 7 的溶液中，其溶解度隨溫度增加而減小。大多數(shù)情況下，每種蛋白質在特定溶液條件下，均有自己的最佳結晶溫度，因此需要考慮結晶溫度的優(yōu)化。
1.1 溶液局部區(qū)域控制溫度
蛋白質結晶可以通過兩種方法實現(xiàn)：一種方法是異相形核，另一種方法是均勻形核。第一種方法需要有誘導形核的表面，而選擇合適的表面是這種方法的關鍵因素。第二種方法中需要形核的過飽和度比晶體生長所需過飽和度高很多，因此，形核的數(shù)量和晶核生長的速度都很難控制。溫度可以用來控制晶核的形成數(shù)量和晶體的生長速度[24]。DeMattei 等人[25]發(fā)展了一種控制形核和生長的方法，該方法選擇接近過飽和的均勻溶液條件，在部分區(qū)域改變溫度使其到達過飽和，從而控制形核的位置和數(shù)量。通過這種方法控制溶液小區(qū)域的溫度實現(xiàn)更少晶核的形成，成功生長了高質量的溶菌酶晶體。
1.2 尋找最佳溫度用于蛋白質結晶
每種蛋白質的最佳結晶溫度是不同的。在生長蛋白質晶體過程中，需要尋找最佳結晶溫度。由于重組云杉卷葉蛾抗凍蛋白[26]的微觀不均一性導致這個蛋白很難結晶，Leinala 等[26]
通過在不同溫度下篩選結晶條件，結果在318K 下獲得了衍射質量的晶體。研究發(fā)現(xiàn)，在最佳結晶溫度下生長蛋白質晶體減少了蛋白質分子本身動態(tài)構象的微觀不均一性。GrpE 蛋白是DnaK 蛋白的輔酶，是一種促進蛋白質分子正確折疊的分子伴侶[10]。它是從一種最佳生長溫度為338-345K 的嗜熱菌中分離得到的，這種蛋白質必須在313K 進行熱處理才能生長出晶體，如果不進行熱處理就沒有晶體出現(xiàn)。這是一個典型的溫度誘導方法在蛋白質結晶中應用的例子。
Bartling 等人[27]研究了溫度對去鐵鐵蛋白結晶的影響。研究發(fā)現(xiàn)，在三種鎘濃度下，隨著溫度的增加最終導致了的晶體尺寸線性增加。在312.5K 下生長的去鐵鐵蛋白晶體最大。
在低的鎘濃度下，溫度的影響更顯著。隨著鎘濃度的增加，去鐵鐵蛋白的溶解性對溫度變得不敏感，這和溶菌酶一樣。在高沉淀劑濃度下，蛋白質溶解度不依賴溫度，而在較低沉淀劑濃度下，溶解度強烈依賴溫度[21]。
即使晶體形成后，溫度也會引起蛋白質構象的改變[28]。為了抵擋X 射線衍射源的輻射，晶體一般需要保持在低溫狀態(tài)下，低溫可以增加晶體的分辨率，但也有可能引起蛋白質構象的改變。Dunlop 等人[28]對此進行了系統(tǒng)的研究：將同一種蛋白質晶體在三個室溫和三個低溫數(shù)據(jù)進行了比較。結果顯示，雖然低溫下可獲得高分辨率的結構和更精確更細節(jié)的信息，但是它們系統(tǒng)地背離了室溫結構，甚至在結構核心部分觀察到顯著的區(qū)別。這種變化在蛋白質表面更常見。這些區(qū)別會影響生物學的解釋，因為很多重要的生物過程發(fā)生在蛋白質表面。
因此，雖然在蛋白質結晶中可以獲得高質量的低溫數(shù)據(jù)，但是，室溫數(shù)據(jù)仍是需要的，特別是當研究的蛋白質特性對溫度的改變很敏感時。
1.3 最佳溫度篩選裝置用于蛋白質結晶
溫度的細微改變可以顯著影響蛋白質的溶解度。例如，溫度變化0.5K 時，溶菌酶的溶解性就會變化很大，由于這個原因，一些蛋白質的結晶溫度需要精確控制。Landsberg 等人發(fā)明了一種最佳溫度篩選系統(tǒng)（Thermo-screen）[29]，該系統(tǒng)在一塊192 孔坐滴板上設置溫度梯度，溫度范圍277-372K，最大溫度梯度20K，間隔精度0.3K。系統(tǒng)可以同時檢測12個恒溫點下，16 個不同的結晶條件。
應用該系統(tǒng)進行了蛋白質結晶實驗。實驗結果顯示溫度顯著影響溶菌酶晶體的數(shù)量和尺寸。在低溫（~279K），每孔有數(shù)百個小晶體。從恒溫279K 增加到恒溫292K，292K 下產(chǎn)生的晶體更少，晶體尺寸更大，質量更好。這和增加溫度而致溶菌酶溶解度增加的結果一致。
在優(yōu)化溫度293K 和294.5K 之間，觀察到每個孔有一些大的六角形晶體。再增加溫度到303K導致晶體尺寸的減小，這可能是由于溶解度增加過大或蛋白質已經(jīng)變性。
人類腎上腺素合成酶苯乙醇胺N -甲基蛋白(PNMT)的結晶實驗結果相反。在較低溫度（~279K）下，觀察到較少的晶體。隨著溫度的增加晶體數(shù)量減少，這和溫度與溶解度的關系相一致。在282.5-285.2K 之間，晶體數(shù)量更少，晶體尺寸更大（大至0.15mm）。然而，隨著溫度的再次增加，晶體尺寸減小，數(shù)量增加，直至293K，只能觀察到大量的小晶體。
這些結果顯示，優(yōu)化溫度在283K 左右，PNMT 晶體形貌最好。而這個溫度和大家先前用于PNMT 結晶的溫度（293K）不同。運用該系統(tǒng)得到過氧化氫酶的優(yōu)化溫度為~293 K。
1.4 篩選最佳溫度方法用于蛋白質結晶篩選
Lin 等人[18,30]研究了不同溫度下蛋白質的相圖，比較了它們的形核區(qū)，發(fā)現(xiàn)溫度改變了形核區(qū)的大小，增加了蛋白質的可結晶性。例如，當溫度從295K 變?yōu)?77K 時，RibonucleaseS 和 Trypsin 的形核區(qū)面積分別增加2.4 和1.6 倍，同時結晶成功率分別從20.8%增加到42.9%，從12.5%增加到25%。Chymotrypsinogen A 和 Concanavalin A 的形核區(qū)增加到1.6和1.7 倍（溫度從277K 變?yōu)?95K），結晶成功率分別從37.5%增加到54.2%，從43.3%增加到73.4%。因此，篩選最佳溫度進行結晶，可以顯著提高蛋白質的結晶成功率。一種新的Epididymal-specific Lipocalin 蛋白質，通過篩選最佳溫度，很快獲得了第一個晶體，且晶體分辨率達1.97?。因此，用不同的溫度，可以篩選到一些新的結晶條件。
2 變溫應用于蛋白質結晶的研究
變溫方法主要用于生長高質量的蛋白質晶體，同時也應用于提高蛋白質結晶篩選的成功率。在提高蛋白質晶體質量方面，通過改變溫度控制溶解度的改變，從而優(yōu)化晶體生長速度，生長高質量的蛋白質晶體。在蛋白質結晶篩選時，通常事先無法確定最佳結晶溫度，通過溫度掃描方法可以覆蓋更多可能結晶的溫度點，從而獲得更多的蛋白質結晶條件。
2.1 變溫提高蛋白質晶體質量
2.1.1 溫度掃描生長高質量蛋白質晶體
溫度對蛋白質的溶解度有顯著的影響。有些蛋白質的溶解度隨溫度增加而增大，如溶菌酶；而有些蛋白質的溶解度隨溫度增加而減小，如糜蛋白酶原A[31]。溶解度作為溫度的函數(shù)可用Van't Hoff 公式進行表示[32]：
式中：ΔHxtal 是形成蛋白質晶體時的焓變，kJ/mol；B 是熵變的參數(shù)；R 是摩爾氣體常數(shù)；C*是蛋白的溶解度，mg/ml；T 是相平衡時的絕對溫度。由上式可知，當ΔHxtal 為正值時，蛋白質的溶解度隨溫度增加而增大；當ΔHxtal 為負值時，蛋白質的溶解度隨溫度增加而減小。一般認為，結晶時較大的焓值對應著晶體較大的表面能[33]。我們從一些文章中總結比較了ΔHxtal 的值，發(fā)現(xiàn)溶菌酶的ΔHxtal 是負值，這意味著溶菌酶結晶過程是放熱過程，因此溶菌酶的溶解度隨溫度增加而增大。而糜蛋白酶原A 的ΔHxtal 是正值，意味著糜蛋白酶原A 結晶過程是一個吸熱過程，因此糜蛋白酶原A 的溶解度隨溫度增加而減小。
Lu 等人[31]比較了溶菌酶在恒溫（277K，305K）和逐漸增加溫度程序（277K-305K，3K/天）對蛋白質結晶的影響，糜蛋白酶原A 在恒溫（277K，305K）和逐漸減少溫度程序（305K-277K，3K/天）對蛋白質結晶的影響。研究發(fā)現(xiàn)溫度掃描（掃溫）對溶菌酶的晶型影響很大，而對糜蛋白酶原A 的晶型影響很小。溶菌酶晶體在恒溫305K 時，形貌為拉長狀；在恒溫277K 時，形貌變的更短、更厚。在掃溫實驗中，兩種形貌都有。另外，恒溫277K時與其他程序相比，晶體形貌缺陷更多（裂紋，應力碎片和深的裂口）。這是由于低溫時，高的過飽和度驅動晶體生長速度過高而導致晶體缺陷和雜質的合并。溫度掃描保持一個穩(wěn)定的晶體生長速度，生長出了更高質量的晶體[31]。
Budayova 等人設計了一個變溫裝置[34]，利用相圖的知識，加入籽晶后，控制溫度保持晶體在結晶溶液的亞穩(wěn)區(qū)，以較低的晶體生長速度緩慢生長高質量蛋白質晶體。了解相圖中蛋白質溶解度和溫度的關系有利于控制溫度生長高質量蛋白質晶體。所示為溫度隨蛋白質濃度變化的相圖示意圖。在亞穩(wěn)區(qū)形核不再產(chǎn)生，籽晶以較緩慢的速度生長。該方法利用亞穩(wěn)區(qū)的特點緩慢改變溫度，保持晶體在亞穩(wěn)區(qū)緩慢生長。此變溫裝置生長了高質量的human γ-crystallin E, PA-IIL lectin, yeast inorganic pyropHospHatase, urate oxidase 和 humancarbonic anhydrase II 晶體。
2.1.2 優(yōu)化冷卻速度方法生長高質量晶體
溶液過飽和度的控制對生長高質量蛋白質晶體很重要。實驗中可以通過溫度來控制溶液的過飽和度，冷卻方法是生長大的高質量晶體的重要策略。然而，很少有人研究冷卻速度對結晶過程的影響，主要是因為沒有便利的工具優(yōu)化蛋白質結晶的冷卻速度。為了尋找理想的條件，研究者必須準備一些不同的溫度控制工具，利用不同的冷卻速度進行結晶實驗的對比。
Adachi 等人[35]發(fā)明了一種新的溫度控制工具——即時控制溫度（TAON）法，它可以在一個結晶板上通過產(chǎn)生溫度梯度來設定多個溫度點。后來他們對此裝置又進行了改進，在TAON上增加電腦控制多個冷卻速度[36]。改進的TAON 能夠同時在一塊結晶板上控制多個冷卻速度來生長蛋白質晶體，從而更有效優(yōu)化了蛋白質晶體生長。
該實驗首先將溶菌酶結晶溶液在恒溫293K 讓其自然形核，沒有晶體出現(xiàn)。然后改變結晶溶液溫度，冷卻速度為1.5–4.0K/天，自動設定最終結晶溫度為283K。同時用控溫箱快速冷卻樣品從293K 到283K 作為對照。比較HEWL 的結晶結果發(fā)現(xiàn)，在較慢的冷卻速度下，晶體數(shù)量明顯減少。這主要是由于較慢的冷卻條件下，形核發(fā)生在較高溫度（較低過飽和度）。
相較而言，在快速冷卻條件下，晶體在較低溫度（高過飽和度）下形核，晶體數(shù)量更多。這些結果顯示在較慢的冷卻速度下，蛋白質結晶過程變慢，生長了高質量的溶菌酶晶體。
2.1.3 變溫保持恒定過飽和度方法生長高質量晶體
如果想優(yōu)化生長大的適合X 射線衍射的蛋白質晶體，有必要在結晶過程中控制恒定過飽和度水平從而保持晶體的生長速率不變，這種方法叫做恒量過飽和度方法[37]（CSC：
constant supersaturation control）。該方法可通過控制溫度而使蛋白質溶液在亞穩(wěn)區(qū)保持恒定的過飽和度來優(yōu)化晶體的繼續(xù)生長但不再形成核子。
Schall 等人在CSC 運算中，用文獻[38]中測得的ΔHxtal 及生長速度參數(shù)（k，n），文獻[39-41]
中溶解度數(shù)據(jù)（C*），計算出溫度的變化。CSC 程序中溫度變化范圍為293K 到277K。該程序可以從一個較低的過飽和度開始，控制晶體生長速度為一個恒值。應用CSC 程序控制，在NaCl 溶液中溶菌酶晶體的生長速度恒為7?/s。在較低的蛋白質過飽和度下，生長速度為1-3 ? /s。Schall 等人用該方法生長了高質量的四角形溶菌酶晶體。
這項技術需要蛋白質的溶解度對溫度很敏感，然而并非所有的蛋白質都如此。這時，可以通過改變結晶溶液的成分來增加溫度對蛋白質的敏感性。選擇電解液類型和濃度是增加蛋白質溶解度對溫度敏感的關鍵因素。一般來說，蛋白質的溶解性在低鹽濃度下對溫度的變化更敏感。一種簡單的測量蛋白質是否對溫度敏感的方法是通過直接測量結晶的焓變（ΔHxtal）[42]。ΔHxtal 值大則意味著溶解度對溫度敏感。增加溫度敏感性的優(yōu)勢是通過溫度的微小改變使過飽和度從相圖中的形核區(qū)迅速移向亞穩(wěn)區(qū)。在NaCl 溶液中，當NaCl 濃度從1.25M 減少到0.75M 時，溶菌酶的ΔHxtal 增加3.8 kcal/mol（從10.7±0.9 到14.5±1.7 kcal/mol）。在NaNO3 溶液中，當NaNO3 濃度從0.4M 變化到0.2M 時，ΔHxtal 增加了5.7 kcal/mol （從9.7±0.6到15.4±1.4 kcal/mol）。在NaSCN 溶液中，當NaSCN 濃度從0.12M 減小到0.1M 時，ΔHxtal增加了0.9 kcal/mol（17.5±0.8–18.4±1.0 kcal/mol）。這說明可以改變結晶溶液的成分來增加溫度對蛋白質的敏感性，從而通過調節(jié)溫度改變蛋白質溶解度。此外，在NaCl 中加入NaSCN和NaNO3 低離子強度的鹽，增加了蛋白質結晶對溫度的敏感性。
將NaCl 替換為NaNO3 和NaSCN，這些鹽溶液條件在恒溫下生長的晶體衍射質量差，當調用CSC 溫度程序控制后晶體更大，X 射線衍射數(shù)據(jù)顯示幾乎沒有缺陷[42]，分辨率為1.62?。此外，在CSC 溫度程序下生長的晶體抗輻射損傷能力增強，在連續(xù)曝光下，可衍射長達45 個小時。但是，這種方法的局限性是需要大多數(shù)蛋白質的物理化學數(shù)據(jù)。
2.2 變溫提高結晶篩選成功率
與恒溫相比，在一個合理范圍內變化溫度可以增加結晶篩選的成功率。Zhang 等人[17]
采用溫度循環(huán)策略（CTS: Cycling Temperature Strategy）研究了蛋白質結晶篩選成功率。變溫程序如（a）所示[17]。首先溫度用t1 時間從T1 線性增加到T2，然后用t2-t1 時間從T2線性減小到T1。在這項研究中，溫度增加和降低的速度相等，t2=2t1。其中T1=277K，T2=303K，t2=48h。對照實驗中恒溫為277 K。
�。╞）[17]顯示了多種蛋白質在CTS 程序下結晶條件篩選成功率得到提高的結果。當?shù)鞍踪|適合的結晶溫度未知時，CTS 程序可用于提高結晶篩選的成功率。
3 結束語
生長高質量蛋白質晶體一直是結構生物學領域的瓶頸問題之一。在眾多影響蛋白質結晶的因素中，溫度控制是至關重要的，但一直以來沒有受到廣泛重視。本文總結了恒溫（最佳結晶溫度）和變溫對蛋白質結晶的影響。由于蛋白質的特異性，每種蛋白質的最佳結晶溫度有很大差異，有必要對溫度進行篩選，這既有利于尋找到結晶條件，也有利于生長高質量蛋白質晶體。而變溫既可以用于生長高質量蛋白質晶體，當?shù)鞍踪|的結晶溫度未知時，在蛋白質結晶篩選過程中，變溫也可以用來尋找結晶條件。因此，通過適當?shù)臏囟瓤刂�，可以顯著提高蛋白質結晶篩選成功率及蛋白質晶體質量�？梢�，在蛋白質結晶過程中，對溫度的控制是不容忽視的。
中國碩士論文網(wǎng)提供大量免費碩士畢業(yè)論文,如有業(yè)務需求請咨詢網(wǎng)站客服人員！
參考文獻
1. Bernal A, Ear U, Kyrpides N. Genomes OnLine Database (GOLD): a monitor of genome projectsworld-wide[J]. Nucleic Acids Research. 2001,29(1):126
2. Wu CH, Yeh LSL, Huang HZ, et al. The Protein Information Resource[J]. Nucleic Acids Research.2003,31(1):345
3. Wiencek JM. New strategies for protein crystal growth[J]. Annual Review of Biomedical Engineering.1999,1:505
4. Chayen NE, Saridakis E. Protein crystallization: from purified protein to diffraction-quality crystal[J]. NatureMethods. 2012,
5(2):1475. Chayen NE. Turning protein crystallisation from an art into a science[J]. Current Opinion in StructuralBiology. 2004,14(5):577
6. Newman J, Xu J, Willis MC. Initial evaluations of the reproducibility of vapor-diffusion crystallization[J].Acta Crystallographica Section D-Biological Crystallography. 2007,63:826
7. Jancarik JK. Sparse-matrix sampling: a screening method for stallization of protein[J]. J Appl Cryst1991,24:409
8. Rosenberger F, Meehan EJ. Control of nucleation and growth in protein crystal growth[J]. Journal of CrystalGrowth. 1988,90(1-3):74
9. Bartling K, Sambanis A, Rousseau RW. Multiwell microbatch rystallization on a thermal gradient[J]. CrystalGrowth & Design. 2005,5(4):1559
10. Kitano K, Motohashi K, Yoshida M, Miki K. A novel approach to crystallizing proteins withtemperature-induction method: GrpE protein from Thermus thermophilus[J]. Journal of Crystal Growth.1998,186(3):456
11. Ward KB, Zuk WM, Perozzo MA, et al. Dynamic telerobotic control of crystallization experiments[J]. Journalof Crystal Growth. 1992,122(1-4):235
12. Christopher GK, Phipps AG, Gray RJ. Temperature-dependent solubility of selected proteins[J]. Journal ofCrystal Growth. 1998,191(4):820
13. Berg M, Urban M, Dillner U, Muhlig P, Mayer G. Development and characterization oftemperature-controlled microreactors for protein crystallization[J]. Acta Crystallographica Section D-BiologicalCrystallography. 2002,58:1643
14. Howard SB, Twigg PJ, Baird JK, Meehan EJ. The solubility of hen egg-white lysozyme[J]. Journal of CrystalGrowth. 1988,90(1-3):94
15. Yin DC, Inatomi Y, Wakayama NI, Huang WD. Measurement of temperature and concentration dependencesof refractive index of hen-egg-white lysozyme solution[J]. Crystal Research and Technology. 2003,38(9):785
16. Judge RA, Jacobs RS, Frazier T, Snell EH, Pusey ML. The Effect of Temperature and Solution pH on theNucleation of Tetragonal Lysozyme Crystals[J]. Biophysical Journal. 1999,77(3):1585
17. Zhang CY, Yin DC, Lu QQ, et al. Cycling Temperature Strategy: A Method to Improve the Efficiency ofCrystallization Condition Screening of Proteins[J]. Crystal Growth & Design. 2012,8(12):4227
18. Lin YB, Zhu DW, Wang T, et al. An Extensive Study of Protein Phase Diagram Modification: IncreasingMacromolecular Crystallizability by Temperature Screening[J]. Crystal Growth & Design. 2012,8(12):4277
19. Rosenberger F, Howard SB, Sowers JW, Nyce TA. Temperature dependence of protein solubility --determination and application to in X-ray capillaries[J]. Journal of Crystal Growth. 1993,129(1-2):1
20. McPherson A, Harold W. Wyckoff CHWHaSNT. Crystallization of proteins by variation of pH or temperature.Methods in Enzymology. Volume Volume 114: Academic Press, 1985:125.
21. Cacioppo E, Pusey ML. The solubility of the tetragonal form of hen egg white lysozyme from pH 4.0 to 5.4[J].Journal of Crystal Growth. 1991,114(3):286
22. Nadarajah A, Forsythe EL, Pusey ML. The averaged face growth rates of lysozyme crystals: the effect oftemperature[J]. Journal of Crystal Growth. 1995,151(1-2):163
23. Luft JR, Wolfley JR, Said MI, et al. Efficient optimization of crystallization conditions by manipulation ofdrop volume ratio and temperature[J]. Protein Science. 2007,16(4):715
24. DeMattei RC, Feigelson RS. Thermal methods for crystallizing biological macromolecules[J]. Journal ofCrystal Growth. 1993,128(1-4, Part 2):1225
25. DeMattei RC, Feigelson RS. Controlling nucleation in protein solutions[J]. Journal of Crystal Growth.1992,122(1-4):21
26. Leinala EK, Davies PL, Jia ZC. Elevated temperature and tyrosine iodination aid in the crystallization andstructure determination of an antifreeze protein[J]. Acta Crystallographica Section D-Biological Crystallography.2002,58:1081
27. Bartling K, Sambanis A, Rousseau RW. Dependence of apoferritin crystal growth on temperature andcadmium concentration[J]. Crystal Growth & Design. 2007,7(3):569
28. Dunlop KV, Irvin RT, Hazes B. Pros and cons of cryocrystallography: should we also collect aroom-temperature data set?[J]. Acta Crystallographica Section D-Biological Crystallography. 2005,61:80
29. Landsberg MJ, Bond J, Gee CL, Martin JL, Hankamer B. A method for screening the temperature dependenceof three-dimensional crystal formation[J]. Acta Crystallographica Section D-Biological Crystallography.2006,62:559
30. Zhu DW, Garneau A, Mazumdar M, Zhou M, Xu GJ, Lin SX. Attempts to rationalize protein crystallizationusing relative crystallizability[J]. Journal of Structural Biology. 2006,154(3):297
31. Lu J, Wang X-J, Ching C-B. Batch crystallization of soluble proteins: effect of precipitant, temperature andadditive[J]. Progress in Crystal Growth and Characterization of Materials. 2002,45(3):201
32. Broide ML, Tominc TM, Saxowsky MD. Using phase transitions to investigate the effect of salts on proteininteractions[J]. Physical Review E. 1996,53(6):6325
33. Ninomiya K, Yamamoto T, Oheda T, Sato K, Sazaki G, Matsuura Y. Morphology and solubility of multiplecrystal forms of Taka-amylase A[J]. Journal of Crystal Growth. 2001,222(1-2):311
34. Budayova-Spano M, Dauvergne F, Audiffren M, Bactivelane T, Cusack S. A methodology and an instrumentfor the temperature-controlled optimization of crystal growth[J]. Acta Crystallographica Section D-BiologicalCrystallography. 2007,63:339
35. Adachi H, Niino A, Takano K, et al. Temperature-screening system for determining protein crystallizationconditions[J]. Japanese Journal of Applied Physics Part 1-Regular Papers Short Notes & Review Papers.
2005,44(6A):4080
36. Murai R, Nakata S, Kashii M, et al. Cooling-rate screening system for determining protein crystal growthconditions[J]. Journal of Crystal Growth. 2006,292(2):433
37. Schall CA, Riley JS, Li E, Arnold E, Wiencek JM. Application of temperature control strategies to the growthof hen egg-white lysozyme crystals[J]. Journal of Crystal Growth. 1996,165(3):299
38. Darcy PA, Wiencek JM. Estimating Lysozyme Crystallization Growth Rates and Solubility from IsothermalMicrocalorimetry[J]. Acta Crystallographica Section D. 1998,54(6 Part 2):1387
39. Riès-Kautt MM, Ducruix AF. Crystallization of basic proteins by ion pairing[J]. Journal of Crystal Growth.1991,110(1-2):20
40. Guilloteau JP, Ries-Kautt MM, Ducruix AF. Variation of lysozyme solubility as a function of temperature inthe presence of organic and inorganic salts [J]. Journal of Crystal Growth. 1992,122(1-4):223
41. Ries-Kautt MM, Ducruix AF. Relative effectiveness of various ions on the solubility and crystal growth oflysozyme[J]. J Biol Chem. 1989,264(2):745
42. Jones WF, Wiencek JM, Darcy PA. Improvements in lysozyme crystal quality via temperature-controlledgrowth at low ionic strength[J]. Journal of Crystal Growth. 2001,232(1-4):221
【溫度控制在蛋白質結晶中的應用研究】相關文章：
GPRS技術在ITS中的應用研究03-07
ZigBee在智能照明中的應用研究03-07
淺談模糊控制在排礦閥門控制中的應用11-19
內部控制在制度基礎審計中若干問題的探討03-18
AAA技術在移動IP中的應用研究03-07